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AGAN0212 Realización de Procedimientos Experimentales con Animales para Investigación y Otros Fines Científicos

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Realización de Procedimientos Experimentales con Animales para Investigación y Otros Fines Científicos AGAN0212

Ahora es el momento de estudiar una profesión polivalente en todos los sectores empresariales. Con AGAN0212 Realización de Procedimientos Experimentales con Animales para Investigación y Otros Fines Científicos, podrás preparar las pruebas libres y obtener tu certificado de profesionalidad.

Este curso pretende proporcionar los conocimientos necesarios para conocer los principales aspectos de la realización de procedimientos experimentales con animales para la investigación y otros fines científicos.

El objetivo de este curso es crear una mejor comprensión del bienestar de los animales, así como dar habilidades prácticas sobre cómo utilizar animales en la investigación y la enseñanza. Para que estos procedimientos se lleven a cabo con éxito, es importante que los implicados hayan recibido la formación adecuada y entiendan lo que están haciendo.

El curso está dirigido a estudiantes, profesionales o personas interesadas en obtener este tipo de cualificación.

Titulación dirigida a la acreditación de las competencias profesionales R.D. 1224/2009.

Cursos homologados SEPE INEM

TITULACIÓN: AGAN0212 Realización de Procedimientos Experimentales con Animales para Investigación y Otros Fines Científicos

Duración: 750 Horas
Plazo máximo: 12 Meses
Metodología: Online

Que vas a estudiar

Podrás preparar y presentarte a las pruebas libres para la obtención del Certificado de Profesionalidad: AGAN0212 Realización de Procedimientos Experimentales con Animales para Investigación y Otros Fines Científicos

Titulación dirigida a la acreditación de las competencias profesionales R.D. 1224/2009

AGAN0212 Realización de Procedimientos Experimentales con Animales para Investigación y Otros Fines Científicos es un que curso proporciona los conocimientos necesarios para conocer los principales aspectos en la Realización de Procedimientos Experimentales con Animales para Investigación y Otros Fines Científicos. La experimentación con animales debe realizarse siguiendo la normativa internacional.

Proporciona formación en manejo de los animales, las diferentes especies, los requisitos de cría, la anestesia y la analgesia, los métodos de identificación (microchips), las técnicas experimentales (imágenes cerebrales).

La experimentación con animales es una parte esencial de la investigación científica. Los animales se utilizan en experimentos para encontrar curas de enfermedades, para aprender más sobre biología y otras ciencias naturales, y también para probar la seguridad de nuevos productos.

La realización de procedimientos experimentales con animales para la investigación y otros fines científicos es una tarea difícil que requiere habilidades en el manejo de los animales, conocimientos técnicos del procedimiento, técnica quirúrgica, etc. El objetivo de este curso es proporcionar los conocimientos necesarios para conocer los principales aspectos en la Realización de Procedimientos Experimentales con Animales para la Investigación y Otros Fines Científicos.

En este curso, los estudiantes aprenderán los principales aspectos de la realización de procedimientos experimentales con animales para la investigación y otros fines científicos. Aprenderán a cuidar a estos animales y también a proporcionarles una alta calidad de vida durante el experimento.

Los procedimientos de experimentación con animales para la investigación y otros fines científicos son habituales en el ámbito ganadero. Existe una creciente demanda de personas cualificadas con conocimientos sobre los procedimientos de experimentación con animales para la investigación y otros fines científicos.  ¿Un sector interesante? Conoce más sobre el curso.

Características del Certificado

Denominación: Realización de procedimientos experimentales con animales para investigación y otros fines científicos.

Código: AGAN0212.

Familia Profesional: Agraria

Área Profesional: Ganadería

Nivel de cualificación profesional: 3

Cualificación profesional de referencia: e procedimientos experimentales con animales para investigación y otros fines científicos. (RD 1551/2011, de 31 de octubre)

Relación de unidades de competencia que configuran el certificado de profesionalidad:

  • UC1724_2: Manipular animales asociados a procedimientos que se realizan en centros de experimentación.
  • UC1737_3: Realizar procedimientos experimentales con animales.
  • UC1738_3: Realizar técnicas de reproducción en animales utilizados en procedimientos experimentales.
  • UC1739_3: Realizar procedimientos experimentales con órganos aislados, tejidos y células de animales.
  • UC1586_3: Recoger muestras biológicas animales y realizar análisis de laboratorio.
  • UC1740_3: Realizar análisis de biología molecular en muestras biológicas.
  • UC1725_2: Prevenir riesgos laborales asociados al manejo de animales y productos tóxicos y peligrosos.

Entorno Profesional:

Ámbito profesional:

Desarrolla su actividad profesional por cuenta ajena en organismos e instituciones públicas o privadas que realizan actividades de experimentación con animales, preferentemente laboratorios de experimentación biológica y unidades de estabulación de animales para la experimentación, en unidades de investigación hospitalarias, farmacéuticas, institutos de investigación y centros de toxicología y de medio ambiente, centros de enseñanza universitaria, empresas de biotecnología y de servicios a I+D, así como en empresas suministradoras de animales para experimentación, dependiendo de un superior responsable de los procedimientos para la experimentación y otros fines científicos.

Sectores productivos:

Se ubica en el sector sanitario, industria farmacéutica y enseñanza, dentro del área de investigación y desarrollo.

Ocupaciones o puestos de trabajo relacionados:

  • Técnico de laboratorio de experimentación animal.
  • Técnico en experimentación con órganos, tejidos y células de origen animal.
  • Técnico de reproducción de animales para experimentación.
  • Técnico de análisis de biología molecular en centros de experimentación animal.
  • Técnico de análisis clínicos en veterinaria.
  • Técnicos en unidades de estabulación de animales para experimentación.
  • Personal de la categoría B en centros de animales para experimentación.

Relación de módulos formativos y unidades formativas:

MF1724_2: (Transversal) Manipulación de animales de experimentación. (40 horas)

MF1737_3: Procedimientos experimentales con animales. (140 horas)

  • UF2465: Investigación con animales de experimentación. (70 horas)
  • UF2466: Anestesia y analgesia en animales de experimentación. (30 horas)
  • UF2467: Técnicas quirúrgicas básicas en animales de experimentación. (40 horas)

MF1738_3: . Técnicas de reproducción en animales utilizados en procedimientos experimentales. (110 horas)

  • UF2468: Reproducción y cría de animales de experimentación. (60 horas)
  • UF2469: Reproducción asistida en animales de experimentación. (50 horas)

MF1739_3: Procedimiento experimentales con órganos aislados, tejidos y células de animales. (90 horas)

MF1586_3: Análisis de laboratorio en muestras biológicas animales. (90 horas)

MF1740:3: Análisis de biología molecular en muestras biológicas. (120 horas)

  • UF2470: Técnicas de separación de ADN, ARN y proteínas de muestras biológicas. (60 horas)
  • UF2471_2: Análisis de ácido nucleico (60 horas)

M1725_2: (Transversal) Prevención de riesgos laborales asociados al manejo de animales y productos tóxicos y peligrosos. (40 horas)

MP0516: Módulo de practicas profesionales no laborales de realización de procedimientos experimentales con animales para investigación y otros fines científicos. (120 horas)

 

Titulación Oficial del SEPE

Este curso está dirigido a la obtención del Certificado de Profesionalidad AGAN0212 Realización de Procedimientos Experimentales con Animales para Investigación y Otros Fines Científicos, con nuestra formación obtendrás el título que te permitirá optar a las diferentes pruebas que convocan los servicios públicos de empleo para la obtención del título homologado del SEPE (INEM). Está formación se basa en Real Decreto 1224/2009 para la obtención y formación en competencias profesionales. Estas competencias se rigen según el Sistema Nacional de Cualificaciones (RD 5/2002), siendo nuestra formación elaborada según el Catálogo Nacional de Cualificaciones Profesionales de INCUAL.

En la siguiente página del SEPE (Servicio Público de Empleo Estatal – Antiguo INEM), puedes encontrar publicadas las fechas de las convocatorias de las pruebas en las diferentes Comunidades Autónomas https://www.todofp.es/acreditacion-de-competencias/convocatorias/.html

Realización de Procedimientos Experimentales con Animales para Investigación y Otros Fines Científicos AGAN0212

 

 

Duración

Duración: 750 Horas
Plazo máximo: 12 Meses
Metodología: Online

Titulación

🧑‍🎓 Titulaciones expedidas por Aula 10 Centro de Formación Profesional.
🧑‍🎓 Titulaciones Acreditadas por la Comisión Internacional de Educación a Distancia. Estatuto consultivo, categoría especial, del Consejo Económico y Social de NACIONES UNIDAS.
🧑‍🎓 Dobles titulaciones con diploma de competencias digitales.
✔️ Centro ACREDITADO por el SEPE (INEM) para la impartición de CERTIFICADOS DE PROFESIONALIDAD OFICIALES Nº 8000000106 y Nº 0300001166.
✔️ Cursos para la Formación en Competencias Profesionales según Real Decreto 1224/2009.
✔️ Cursos basados en Sistema Nacional de Cualificaciones y Formación Profesional según Ley Orgánica 5/2002.
✔️ Cursos elaborados según Catálogo Nacional de Cualificaciones Profesionales de INCUAL Real Decreto 1128/2003.
🥇 Obtención de Insignias Digitales Virtuales Homologadas para Badgr aptas para currículum digital compatible con Redes Sociales.

El precio incluye:

Matrícula
Formación
Tutorías
Titulación

Baremables

Oposiciones y bolsas de trabajo según convocatoria

Fecha de inicio:

Dentro de las 24h siguientes al realizar la matricula.

Curriculum

✔️ Válido para incluirlo en tu curriculum.
✔️ Mejora tus opciones laborables.
✔️ Diploma apto para presentar ante servicios de empleo
✔️ Diploma apto para presentar ante los departamentos de recursos humanos.
✔️ Curso Homologado con insignias digitales para tu curriculum digital (compatible con redes sociales).

Temario

MÓDULO 1. MANIPULACIÓN DE ANIMALES DE EXPERIMENTACIÓN

UNIDAD DIDÁCTICA 1. MANEJO Y MANIPULACIÓN DE ANIMALES DE EXPERIMENTACIÓN.

Reconocimiento del comportamiento natural de las especies animales ante la manipulación.
Aplicación de técnicas y uso de equipos de sujeción.
Manejo de jaulas especiales para sujeción de animales. Características y funcionamiento.
Técnicas de inmovilización manual de animales.
Aplicación de métodos de sedación: tipos y características.
Cumplimentado del libro de registro de entradas, salidas e incidencias de animales. Estructura y contenidos.
Uso de las herramientas informáticas de gestión de colonias de animales.
UNIDAD DIDÁCTICA 2. TRANSPORTE DE ANIMALES DE EXPERIMENTACIÓN.
Reconocimiento de la documentación de acompañamiento durante el transporte.
Utilización de contenedores: tipos e identificación.
Valoración de los requisitos de espacio por animal.
Cuidados, nutrición e hidratación durante el transporte: tipos de alimento.
Cuidados en la recepción de animales. Estrés del transporte.
Control de los animales procedentes de otros centros: cuarentenas, documentación requerida previamente a la llegada de animales.
UNIDAD DIDÁCTICA 3. PREPARACIÓN DE ANIMALES DE EXPERIMENTACIÓN PARA SER UTILIZADOS EN PROCEDIMIENTOS EXPERIMENTALES.
Técnicas de socialización de los animales.
Aplicación de los mecanismos de sujeción de los animales manuales y mecánicos.
Aplicación de los métodos de eutanasia: objetivos, indicaciones, métodos aceptados.

MÓDULO 2. PROCEDIMIENTOS EXPERIMENTALES CON ANIMALES

UNIDAD FORMATIVA 1. INVESTIGACIÓN CON ANIMALES DE EXPERIMENTACIÓN

UNIDAD DIDÁCTICA 1. UTILIZACIÓN DE ANIMALES COMO MODELOS EXPERIMENTALES
Justificación de experimentación con animales de laboratorio:
– Referencias históricas, momentos y personajes claves en la utilización de animales como modelos experimentales
– Logros conseguidos en las ciencias biomédicas
– Búsqueda de otras alternativas. Razones científicas y éticas
Principio de las 3Rs:
– Reducción
– Refinamiento
– Reemplazo
Clasificación de los métodos alternativos:
– Modelos computerizados de predicción «in silico»
– Uso de organismos inferiores.
– Uso de huevos
– Métodos «in Vitro»
– Otros
Aspectos éticos y normativos de los cuidados proporcionados a los animales de experimentación.
– Transformación, limitación y percepción social
– Actitud del investigador frente al animal como sujeto
– Reconocimiento del animal como reactivo biológico
– Obtención de animales biológicamente estandarizados
Normativa sobre protección de animales utilizados para experimentación y otros fines científicos: seguridad, administración, transporte, recepción, aprovisionamiento de animales y eliminación de los cadáveres.
– Control social de la investigación
– Legislación Nacional y Europea
– Aspectos básicos de legislación
– Objetivo de la legislación
Normativa sobre: acreditación, elaboración y cumplimiento de los procedimientos de los laboratorios de ensayos clínicos.
– Seguimiento de Protocolos Normalizados de Procedimientos
Prevención de riesgos laborales en los procedimientos experimentales con animales:
– Niveles de bioseguridad
– Técnicas y prácticas de laboratorio
– Equipos de seguridad biológica.
Análisis de signos y comportamiento animal anómalos que interfieran en los procedimientos.
– Detección del dolor, signos de sufrimiento y angustia de animales de experimentación, siguiendo Protocolos Normalizados de revisión
– Conocimiento del aspecto normal de las distintas especies animales
– Pautas de observación del animal: Aspecto exterior, sonidos, movimientos, comportamiento y relación social
– Observación de la jaula o habitáculo, del lecho, cantidad de comida y agua ingerida, etc.
– Determinación cualitativa de la alteración de parámetros fisiológicos: pérdida o aumento de peso, ritmo de la respiración, temperatura, etc.
UNIDAD DIDÁCTICA 2. ADMINISTRACIÓN DE SUSTANCIAS EN LOS ANIMALES DE EXPERIMENTACIÓN
Administración de sustancias:
– Soluciones a administrar, principales solventes.
– Características de las soluciones, concentración, osmolaridad y pH.
Clasificación de las vías de administración de sustancias:
– Enteral
– Parenteral
– Tópica
– Inhalatoria
Factores para la elección de la vía:
– Velocidad de absorción de sustancias
– Tolerancia
– Facilidad de su administración según recursos materiales y humanos
Relación de material existente en el mercado:
– Jeringas, conexiones, catéteres y sondas
– Agujas: tipos y escala de medición
– Bombas de infusión mecánicas y electrónicas
– Bombas de infusión osmótica o volumétricas
– Pomadas y geles
– Vaporizadores y nebulizadores
Selección del material necesario para la administración de sustancias en función de:
– Sustancia a administrar.
– Volumen
– Especie animal
– Vía de inoculación
Volumen máximo de inyección según:
– Especie animal
– Vía de administración
Inmovilización de los animales para la administración de sustancias.
– Manejo e inmovilización minimizando estrés
– Material de inmovilización
Administración crónica de sustancias.
– Sistemas de infusión continua: anclados y ambulatorios
UNIDAD DIDÁCTICA 3. OBTENCIÓN DE FLUIDOS Y TEJIDOS CORPORALES DE LOS ANIMALES DE EXPERIMENTACIÓN
Extracción de sangre:
– Volumen máximo de extracción, según vía y especie animal
– Técnica de recogida de sangre
Métodos de extracción de sangre, ventajas e inconvenientes:
– Exanguinación
– Decapitación
– Del corazón
– De venas
– De arterias
– Métodos no recomendados de venopunción
– Obtención repetida de sangre: Cateterización
Formas de obtención de otros fluidos corporales:
– Heces y orina: jaulas metabólicas o sondas
– Líquido cefalorraquídeo
– Bilis
– Linfa.
– Líquido ascítico
Realización de eutanasia
– Definición y aspectos relacionados
– Métodos de eutanasia adecuados según la especie y la experimentación
– Identificación de equipos, instrumental y Materiales necesarios
Asistencia a una necropsia:
– Técnicas de necropsia siguiendo procedimientos establecidos
– Preparación del instrumental y material necesarios
– Recogida de muestras
– Registro de datos
Conocimiento de la normativa de:
– Protección frente a agentes químicos, biológicos y radiológicos
– Tratamiento y eliminación de residuos
Acciones para una correcta gestión de residuos:
– Segregación (recogida selectiva).
– Transporte y almacenamiento en la instalación
– Tratamiento previo a la eliminación
– Eliminación del residuo en la instalación productora o gestor autorizado
UNIDAD DIDÁCTICA 4. REGISTRO DE DATOS DE INVESTIGACIÓN EN EXPERIMENTACIÓN ANIMAL
Monitorización: determinación y registro de variables fisiológicas
– Exploración clínica: observación palpación y auscultación
– Uso de equipos: Métodos invasivos y no invasivos
Análisis de los resultados obtenidos en un procedimiento experimental
– Uso de programas informáticos específicos para el procedimiento experimental.
– Análisis estadístico en función del tipo de parámetro
Registro de tratamientos o de administración de sustancias y de obtención de muestras.
– Establecimiento previo al procedimiento del sistema de recogida de datos
– Características de un registro de datos: escrito o automatizado, duradero (copias de seguridad), completo, accesible, hojas específicas o bases de datos debidamente confeccionadas según datos, normalizados, establecer responsable de la conservación del archivo, etc.
Clasificación de los sistemas de instrumentación según sus objetivos:
– De adquisición de la información
– Diagnósticos
– De evaluación
– De monitorización y control
Identificación de los componentes del sistema global animal-instrumento:
– Animal: diferentes generadores de señales
– Estímulos: Visuales, acústicos, táctiles, eléctricos, etc.
– Transductor: sensibilidad, linealidad, respuesta en frecuencias (lineal, integrador y diferenciador) y rendimiento
– Equipo de tratamiento o procesado de una señal
– Equipo de presentación, lectura o registro: registros mecánicos o electrónicos
– Equipo de control automático de los estímulos, de los transductores, etc.
Problemas y soluciones en la medición de la actividad de los seres vivos:
– Inaccesibilidad de las variables
– Variabilidad de los datos
– Interrelaciones entre variables
– Interacción entre órganos y sistemas
– Efecto del transductor sobre la medición a realizar
– Artefactos en las medidas
– Limitaciones de la energía
Utilización de transductores para la medida de las principales variables biológicas:
– Temperatura
– Fuerza, desplazamiento, velocidad y aceleración
– Presión sanguínea
– Volumen y presión respiratoria
– Flujo en gases
– Flujo en líquidos
Medición de señales biológicas por biotelemetría:
– Objetivo
– Ventajas
– Componentes de un sistema de biotelemetría
Utilización de procedimientos no quirúrgicos con equipos específicos de estudio o medida de variables:
– Diagnóstico por imagen.
– Telemetría
– Estudios de comportamiento
– Pletismografía
– Otros métodos no invasivos

UNIDAD FORMATIVA 2. ANESTESIA Y ANALGESIA EN ANIMALES DE EXPERIMENTACIÓN

UNIDAD DIDÁCTICA 1. ANESTESIA DE LOS ANIMALES DE EXPERIMENTACIÓN
Anestesia: Definición y objetivos.
Componentes de la anestesia general y su influencia en los resultados experimentales:
– Hipnosis o sueño
– Analgesia o ausencia de dolor
– Relajación muscular
– Bloqueo de la actividad refleja
– Anestésico ideal
Elección de la técnica anestésica en función de:
– La especie animal
– Estado del animal y objetivo de la investigación
– Tipo de procedimiento
– Duración del procedimiento
– Experiencia del técnico y equipo disponible
Establecimiento de las fases de una técnica anestésica:
– Ayuno
– Preanestesia. Tranquilizantes y anticolinérgicos.
– Anestesia. Inducción y mantenimiento anestésicos
– Postanestesia
Administración de anestésicos inyectables:
– Fármacos y dosis de los mismos
– Vías y modo de administración
Administración de anestésicos inhalatorios:
– Equipamiento
– Tipos de anestésicos inhalatorios
– Eliminación de gases anestésicos.
Medidas de soporte durante la anestesia:
– Intubación endotraqueal e instauración de ventilación artifical
– Implantación de una vía venosa permanente
Recuperación anestésica:
– Pautas para una recuperación normal
– Reversión de la anestesia, utilización de antagonistas
Monitorización de:
– El plano anestésico. Respuesta refleja.
– La oxigenación, circulación y ventilación durante la anestesia.
– La temperatura.
Identificación de las principales complicaciones anestésicas y su tratamiento.
– Extrapolación de una especie a otra
– Adecuación de la profundidad anestésica a las necesidades de la cirugía
– Utilidad de anestesia inhalatoria
UNIDAD DIDÁCTICA 2. ANALGESIA DE LOS ANIMALES DE EXPERIMENTACIÓN
Analgesia: Definición y ventajas de su utilización
Reconocimiento y evaluación del dolor:
– Escalas de severidad (gravedad o intensidad de dolor)
– Signos clínicamente valorables: cambios en la actividad, aspecto, temperatura, ingesta, variables fisiológicas y vocalizaciones.
Técnicas de analgesia:
– Principales fármacos analgésicos
– Analgesia polimodal o multimodal
– Analgesia preventiva
– Analgesia local y regional

UNIDAD FORMATIVA 3. TÉCNICAS QUIRÚRGICAS BÁSICAS EN ANIMALES DE EXPERIMENTACIÓN

UNIDAD DIDÁCTICA 1. PREPARACIÓN DE LA CIRUGÍA EN EXPERIMENTACIÓN ANIMAL
Planificación de la cirugía:
– Elección y disponibilidad de los animales
– Valoración preoperatoria del estado sanitario del animal
– Preparación del animal
– Comprobación de la disponibilidad de instalaciones quirúrgicas y pre- y post-operatorias
– Elección y preparación del instrumental quirúrgico, aparatos y accesorios
– Preparación del cirujano
Selección del material quirúrgico:
– Agujas quirúrgicas.
– Material de sutura. Sutura absorbible y no absorbible.
– Otros accesorios quirúrgicos.
Anatomía y fisiología general de órganos y sistemas de los animales de laboratorio.
– Datos anatómicos, fisiológicos y biológicos de los animales más utilizados en investigación
UNIDAD DIDÁCTICA 2. APLICACIÓN DE TÉCNICAS QUIRÚRGICAS BÁSICAS EN PROCEDIMIENTOS EXPERIMENTALES
Conocimiento de técnicas quirúrgicas básicas en experimentación animal:
– Corte de la piel y otros tejidos
– Control del sangrado y de la desecación de tejidos y órganos
– Técnicas y nudos de sutura
Aprendizaje de las técnicas quirúrgicas más comunes en la rata:
– Laparotomía
– Accesos a grandes vasos: vena yugular y arteria carótida
– Ovariohisterectomía
– Cesárea
– Castración: ovariectomía y orquiectomía
Procedimientos quirúrgicos de obtención de muestras biológicas.
– Extracción de tejidos sólidos y realización de una biopsia.
– Perfusión de tejidos y órganos.
Supervisión y cuidados postoperatorios:
– Cuidados de la herida
– Complicaciones quirúrgicas postoperatorias
Protocolos de supervisión y determinación de criterios de punto final postquirúrgico de los animales.
– Supervisión diaria de la herida, desinfección y empleo de antibióticos.
– Utilización de analgesia postoperatoria
– Aplicación diaria de escalas de severidad
– Determinación del punto final y eutanasia

MÓDULO 3. TÉCNICAS DE REPRODUCCIÓN EN ANIMALES UTILIZADOS EN PROCEDIMIENTOS EXPERIMENTALES

UNIDAD FORMATIVA 1. REPRODUCCIÓN Y CRÍA DE ANIMALES DE EXPERIMENTACIÓN

UNIDAD DIDÁCTICA 1. REPRODUCCIÓN ANIMAL
Anatomía del aparato reproductor masculino:
– Esquema del aparato reproductor masculino en mamíferos
– Órganos, conductos y vías, vesículas y glándulas
Fisiología reproductiva masculina:
– Desarrollo y funcionamiento del aparato reproductor
– Espermatogénesis, almacenamiento y maduración de los espermatozoides
Anatomía del aparato reproductor femenino:
– Esquema del aparato reproductor femenino en mamíferos
– Órganos y conductos
– Características anatómicas en las distintas especies de animales de experimentación
Fisiología reproductiva femenina:
– Desarrollo y funcionamiento del aparato reproductor
– Oogénesis y ovulación
– Diferencias en la ovulación según la especie: espontánea o inducida
Características reproductoras de los principales animales de laboratorio
– Vida fértil y edad óptima de cruce
– Periodo de gestación
– Celo postparto
– Pseudogestación
– Efecto Witten (sincronización del celo)
– Efecto Bruce
Fisiología del celo, cubrición y gestación:
– Ciclo estral. Fases del ciclo
– Hembras poliestricas (anuales y estacionales), biestricas y monoestricas
– Cambios fisiológicos y comportamiento de las hembras durante el celo
– Influencia en la conducta sexual de los factores: Sociales, ambientales y fisiológicos
– Duración del celo y aspectos relacionados con la cubrición según especie animal
– Comprobación de la cópula: frotis vaginal o visualización del tapón vaginal
– Dónde y cómo se produce la fecundación. Formación del zigoto
– Fases de la gestación: huevo, embrión y feto
UNIDAD DIDÁCTICA 2. GESTIÓN DE COLONIAS DE ANIMALES DE EXPERIMENTACIÓN
Poblaciones naturales y de laboratorio.
– Definición de poblaciones naturales y artificiales
– Elementos de genética de poblaciones. Selección de los progenitores
– Frecuencias génicas y genotípicas. Ley de Hardy-Weinberg
Cría de animales de experimentación.
– Sistemas de cruce: monogámico, poligámico y harén
– Ventajas e inconvenientes de los distintos sistemas de cruce
Protocolos de cruzamiento:
– Obtención de animales consanguíneos o Inbred: Programa de líneas paralelas o programa de línea simple
– Obtención de animales no consanguíneos u Outbred: Sistema Robertson y Sistema Rotativo o de Poiley
– Sistema al azar
– Programas de cría de registro y control informatizados de las colonias de animales
Destete de animales de las especies utilizadas con mayor frecuencia en investigación.
– Tamaño de la camada
– Sexado
– Edad y peso al destete
– Realización de los lotes
– Etiquetado
Cría de animales transgénicos.
– Elección de los progenitores, gestión informatizada, genotipado y crioconservación
Organismos modificados genéticamente (OMG).
– Legislación y normativa actualizada sobre la utilización de OMG
– Precauciones y medidas de contención de animales modificados genéticamente según la especie
UNIDAD DIDÁCTICA 3. GENÉTICA DE LOS ANIMALES DE LABORATORIO
Estandarización genética.
– Calidad del animal de experimentación: Interacción genotipo-ambiente
– Causas que justifican el control de la pureza genética: Mutaciones espontáneas e interacción accidental con otra cepa
– Prevención del control de la pureza genética: congelación de embriones y aislamiento físico
Factores que afectan la composición genética de las poblaciones de laboratorio:
– Selección genética de los animales.
– Consanguinidad: concepto, aplicaciones, consecuencias en los animales.
– Deriva y variabilidad genética: Definición y consecuencias en la colonia.
Animales homocigóticos y heterocigóticos:
– Manifestación de un Knock-out en homocigosis
– Mantenimiento de líneas transgénicas en heterocigosis y genotipado para detección de homocigóticos
Categorías de animales de laboratorio en función de su constitución genética.
– Características de las líneas consanguíneas
– Líneas genéticamente estandarizadas: Líneas consanguíneas, Híbridos F1, coisogénicas, congénitas, consanguíneas recombinantes (RIS), congénitas recombinantes (RCS), consómicas y conplásticas. Líneas no consanguíneas
– Influencia de la genética sobre los resultados experimentales
– Aplicaciones específicas en investigación de las distintas categorías genéticas
Nomenclatura e identificación de animales. Reglas de nomenclatura internacional
– Nomenclatura de las líneas consanguíneas.
– Nomenclatura de las líneas coisogéncas y congénitas
– Nomenclatura de las líneas consanguíneas recombinantes
– Nomenclatura de las líneas cogénicas recombinantes
– Nomenclatura de los ratones knock-out
– Nomenclatura de los roedores no consanguíneos
Transgénesis y mutagénesis dirigida:
– Técnicas de obtención de animales transgénicos: Método de microinyección y Método del retrovirus
– Técnicas para generar mutaciones heredables en ratón
– Creación de ratones Knock-out
Genotipado y fenotipado.
– Detección de la alteración genética mediante reacción en cadena de polimerasa (PCR)
– Equipos para PCR: termocicladorres
– Identificación del individuo
– Bases de datos fenotípicas internacionales
– Métodos de control de la pureza genética de los animales de experimentación:
– Marcadores bioquímicos
– Marcadores Inmunológicos
– Análisis del color del pelaje
– Injertos de piel
– Caracteres reproductivos
– Marcadores de ADN. Fingerprinting de ADN. Análisis de microsatélites por PCR. Otras técnicas moleculares
Bases de datos y bancos de animales transgénicos. Gestión a través de programas informáticos
– Registro de información individualizada de: Construcción, línea, generación, genotipo, sexo, color, edad, identificación, caracterización fenotípica, progenitores (genealogías), investigación de destino y responsable

UNIDAD FORMATIVA 2. REPRODUCCIÓN ASISTIDA EN ANIMALES DE EXPERIMENTACIÓN

UNIDAD DIDÁCTICA 1. TÉCNICAS NO NATURALES DE REPRODUCCIÓN
Obtención de gametos y embriones:
– Lavado del epidídimo y los vasos deferentes y esperma eyaculado (lavaje de los cuernos uterinos)
– Lavado de oviducto y útero
– Conservación de espermatozoides, ovocitos y embriones
Técnicas de reproducción asistida:
– Ventajas e inconvenientes de la inseminación artificial y la fertilización in vitro
Técnicas de la Inseminación artificial:
– Inseminación por vía vaginal
– Inseminación por vía uterina
– Transferencia del esperma dentro del oviducto por procedimiento quirúrgico
Etapas de la Inseminación artificial:
– Elección de las hembras con elevado índice de fertilidad
– Protocolo de superovulación
– Sincronización del celo – Inseminación al comienzo del estro
– Cruce de hembras con machos vasectomizados – pseudogestación
Etapas y técnica de la fecundación in Vitro (FIV):
– Medios de cultivo de los gametos, incubación y fecundación
– Factores que influyen en la probabilidad de fecundación
– Selección y sistemas de control de embriones
– Transferencia de embriones: Implantación quirúrgica de los óvulos fecundados
Rederivación de embriones:
– Objetivo: Mejorar la calidad sanitaria de los animales
– Protocolo de rederivación: Superovulación, fertilización natural y transplante de los embriones a una hembra pseudopreñada
UNIDAD DIDÁCTICA 2. CONSERVACIÓN Y CRIOPRESERVACIÓN DE GAMETOS Y EMBRIONES
Fundamentos de criobiología.
– Principios físicos: temperatura y cambios de estado
– Principios químicos: composición de los crioprotectores
– Principios biológicos: diferencias entre células, tejidos o especies
Equipos y medios de crioconservación.
– Equipos de congelación: baños de alcohol, tanques de nitrógeno, congeladores programables, pajuelas, etc.
– Dos enfoques para la criopreservación: la congelación controlada (lenta y rápida) y la vitrificación (congelación ultra-rápida)
– Medios (crioprotectores): elección y concentración del medio en función de la técnica
Objetivos y ventajas de la criopreservación de gametos y embriones:
– Prevención de la contaminación genética
– Limitación de la deriva genética por la variación en la frecuencia de los genes
– Mantenimiento de líneas transgénicas y mutantes a largo plazo
– Reducción de costes
– Control de las patologías asociadas al mantenimiento animales vivos
Ventajas e inconvenientes de la crioconservación de espermatozoides o embriones:
– Tiempo
– Coste
– Recursos materiales
Crioconservación de gametos y embriones.
– Congelación de esperma: crioprotectores, temperaturas y tiempos específicos
– Estrategias de congelación de oocitos: en estado inmaduro (en forma de vesícula germinal) y en estado maduro (después de la ovulación) bajo la forma de oocitos en metafase II, con mayor eficacia.
– Embriones: estadío-eficacia del sistema
– Sistemas de identificación, registro y mantenimiento de gametos y embriones criopreservados, bancos de embriones y gametos congelados
– Medidas preventivas y de protección durante el manejo de productos para la criopreservación.
– Control de calidad.

MÓDULO 4. PROCEDIMIENTOS EXPERIMENTALES CON ÓRGANOS AISLADOS, TEJIDOS Y CÉLULAS DE ANIMALES

UNIDAD DIDÁCTICA 1. CULTIVOS DE CÉLULAS, TEJIDOS Y ÓRGANOS PROCEDENTES DE ANIMALES
Histología y fisiología celular básica.
– Concepto de morfología y fisiología
– Niveles de organización. Relación entre estructura y función
– Clasificación de los tejidos
Proliferación y diferenciación celular. Adhesión celular.
– Concepto de proliferación y diferenciación celular (especialización)
– Factores reguladores: Señales endógenas y exógenas
– Contacto directo célula-célula. Moléculas de adhesión
Tipos de células básicas y características tanto morfológicas como fisiológicas.
– Célula procariota: estructura y funciones básicas
– Célula eucariota: Organización, estructura y función de los diferentes orgánulos celulares, organización función del núcleo.
– Descripción de algunos tipos de células que se suelen utilizar en cultivos celulares: tumorales, epiteliales, Tejido conjuntivo, Tejido muscular, Tejido nervioso, Sangre, tejidos linfoides y Células madre.
Métodos alternativos al empleo de animales en investigación.
– Ventajas de los ensayos in vitro: Ética y legislación, Control del medio extracelular, Homogeneidad de la muestra, Disminución del gasto y tiempo, objetivables y cuantificables, precisión, reproducibilidad, etc.
– Limitaciones: Excesiva sensibilidad, Límite de producción, Inestabilidad, Validación del modelo, etc.
Obtención de células. Cultivos celulares primarios. Obtención de una línea celular.
– Sistemas para la obtención de células: Banco de células o aislamiento a partir de un tejido
– Métodos de aislamiento del tejido, disección/disgregación
– Requisitos especiales para el cultivo de células primarias
– Ventajas e inconvenientes de la utilización de células primarias.
– Conservación o mantenimiento células primarias. Requisitos especiales para el cultivo de células primarias.
Evolución de las líneas celulares y líneas celulares inmortalizadas. Desarrollo de líneas celulares continuas.
– Tipos de líneas celulares establecidas. Células en monocapa y células en suspensión. Células inmortalizadas y transformadas
– Preparación de las líneas.
– Control de los cultivos celulares (pH, sobrecrecimiento, estado del medio, contaminación, etc.)
– Recuento de células. Preparación de células en suspensión y de células adherentes. Uso del hemocitómetro.
– Subcultivos de células. Curva de crecimiento.
– Métodos para aumentar la producción.
– Ventajas y desventajas de la líneas celulares estables
Bases de datos y bancos de líneas celulares y material biológico:
– Qué es un banco de células
– Bancos internacionales más importantes: American Type Culture Collection (ATCC) y European Collection of Cell Cultures (ECACC), etc.
– Otros bancos de células: Banco Nacional de Líneas Celulares, etc.
Anatomía básica de órganos y tejidos empleados en investigación in vitro.
– Órganos y tejidos más comunes: hígado, corazón, riñón, páncreas, branquias, encéfalo, piel, sangre, etc
– Ingeniería de tejidos
Modelos con órganos y tejidos para procedimientos in vitro:
– Cultivo y baños de órganos
– Órganos perfundidos
– Explantes de órganos
– Órganos reconstituidos
– Ventajas e inconvenientes de los diversos tipos de modelos in vitro
Cultivos de órganos:
– Disección de órganos y tejidos para su extracción.
– Baños de tejidos y órganos. Equipamiento y medios de conservación.
– Obtención de explantes. Tamaño de la muestra, Perfusión de la muestra y equipamiento
UNIDAD DIDÁCTICA 2. MANIPULACIÓN DE CULTIVOS CELULARES Y CRIOPRESERVACIÓN
Equipos y material empleados en los cultivos de células y su mantenimiento:
– Cabinas de flujo laminar: tipos (vertical y horizontal) y nivel de protección (clase I, II y III)
– Incubadores: mantenimiento del nivel de CO2, temperatura y humedad
– Microscopios: Estándar e invertidos con ópticas de contraste de fases
– Frigoríficos, congeladores (de -20º y -80º C) y equipo de criogenia (unidad de almacenamiento en nitrógeno líquido (-196º C) de líneas celulares)
– Equipos de esterilización y filtración: autoclaves, esterilización por gas, por calor seco, sistema de filtración, purificación de agua, etc.
– Otros instrumentos: Balanzas, Baño termostático, centrífugas refrigeradas y no refrigeradas, Equipos de purificación de agua, Micropipetas de volumen variable o de volumen fijo, pHmetro, Pipeteadores automáticos
– Recipientes para cultivos: Placas de Petri, Multiplacas, Frascos de Roux de diferentes formas y tamaños o Especiales, como las «roller bottles» o con portaobjetos
Protocolos de trabajo en cabina de flujo laminar y en poyata de laboratorio.
– Inicio del trabajo en cabina: encendido y puesta a punto de la cabina, desinfección y recomendaciones para el trabajador.
– Durante la manipulación: distribución del material y utilización de la zona de trabajo, control del flujo y turbulencias de aire, actuación ante un vertido de material contaminado y alarmas.
– Al finalizar el trabajo: Limpieza, vaciado de material, apagado y cerrado de la cabina
– Mantenimiento: semanal (limpieza y desinfección de superficie y paredes, mensualmente (revisión de válvulas interiores) y anualmente se certificará por una entidad cualificada.
– Mesa de trabajo o poyata de laboratorio: orden, limpieza y desinfección
Protocolos de manejo de placas de cultivos.
– Apertura del material estéril dentro de la cabina
– Marcaje de las placas en la tapa y en un lateral de la base, de manera distinta para cada placa, para evitar intercambiar tapas.
– Toma del medio con la pipeta y transferencia a la placa entreabierta (no retirar la tapa)
– Tratamiento como residuo según riesgo biológico del cultivo
Áreas de un laboratorio de cultivo de tejidos.
– Área de preparación de medios: equipamiento
– Área de limpieza y esterilización: dimensiones mínimas, organización y equipamiento (máquinas de lavado de material y esterilizadores)
– Área de transferencia: cabina de flujo laminar/seguridad biológica y otros equipos
– Área de incubación o cámaras de crecimiento: control de iluminación, temperatura y humedad. Alarmas
Lavado, esterilización y preparación de materiales:
– Vidrio: pipetas, probetas, vasos, matraces y botellas de vidrio para preparación, almacenamiento y clasificación de medios y reactivos
– Plástico: Cultivos en placas y botellas, tubos de ensayo para diferentes técnicas y preparación de alícuotas de los reactivos
– Lavado, preparación y esterilización del material: área específica del laboratorio, con el método y desinfectantes adecuados
– Métodos de esterilización: Calor directo, flameado; Calor seco, Horno Pasteur y Calor Húmedo, Autoclave
Contaminaciones cruzadas y microbiológicas y su prevención.
– Principales contaminantes: microorganismos, otras líneas celulares del laboratorio y contaminación química
– Fuentes de la contaminación accidental: origen del cultivo tejido o células, proceso de manipulación del cultivo, empleo de reactivos biológicos contaminados, material contaminado y ambiente de trabajo
– Prevención para evitar contaminaciones: obtener siempre los cultivos de centros reconocidos que certifiquen el origen; trabajar bajo unas correctas normas de trabajo, limpieza y esterilidad, utilización de Inhibidores del crecimiento de los contaminantes (antibióticos y antifúngicos), etc.
Características y naturaleza del sustrato en cultivos celulares.
– Tipos de sustratos
– Factores de adhesión celular
– Interacciones células-substrato: Medios semisólidos: matrices.
– Métodos de disgregación celular: mecánicos, químicos y enzimáticos
Medios y reactivos de cultivo celular. Características principales, preparación y renovación.
– Características de los medios de cultivo celular: composición, osmoralidad, viscosidad, tensión superficial, especificidad, pH, capacidad tamponadora, esterilidad, etc.
– Componentes y suplementos: Agua, sales, glucosa, aminoácidos y vitaminas. Suero, factores de crecimiento y otros suplementos específicos. Indicador de pH. Pautas par el suplemento con antibioticos
– Tipos de medios. Medios libres de suero.
– Opciones para la elección, en polvo, líquido concentrado o listo para usar
– Preparación de medios líquidos, a partir de polvo (filtración) o esterilizados en autoclave
– Opciones para la elección, en polvo, líquido concentrado o listo para usar
– Preparación de medios líquidos, a partir de polvo (filtración), concentrados o esterilizables en autoclave
Factores de crecimiento y supervivencia de células en cultivo.
– Hormonas y factores de crecimiento
– Suero. tipos; suero de ternera (CF), suero bovino fetal (FCS) el suero de caballo (HS) y suero humano (HuS). Sustitutivos del suero
– Factores que afectan a la supervivencia de las células en un cultivo
Técnicas de mantenimiento de células en cultivo. Criopreservación de líneas celulares y métodos de identificación. Productos de criopreservación celular.
– Proceso de almacenamiento por congelación con agentes crioconservantes (glicerol, DMSO,…).
– Disminución progresiva de temperaturas hasta utilizar depósitos con nitrógeno líquido. Sistemas automáticos para la reducción progresiva y controlada de la temperatura.
– Factores que se favorecen con la criopreservación
– Identificación: Datos mínimos de indentificación de cada vial
– Procedimiento de descongelación
Empleo de cultivos celulares con fines experimentales. Detección de actividad metabólica y toxicológica.
– Aplicaciones: estudio de las propias células, clonación, el cáncer, biología del desarrollo, investigación en biología celular y bioquímica, en farmacología y toxicología, obtención de anticuerpos u hormonas, técnicas diagnósticas, etc.
– Ventajas de la utilización de cultivos celulares en el campo de la toxicidad
– Limitaciones de los ensayos in Vitro para estudios de toxicidad
– Ensayos utilizados en pruebas de citotoxicidad: Pruebas citológicas: observación al microscopio, Pruebas bioquímicas. Pruebas de viabilidad (de respuesta inmediata o de corto plazo y de respuesta a largo plazo o de supervivencia)
– Células asesinas
– Requisitos de las pruebas de citotoxicidad
– Preparación de las células efectoras y diana
– Prueba de citotoxicidad
– Resultados e interpretación
UNIDAD DIDÁCTICA 3. PROCEDIMIENTOS EXPERIMENTALES CON ÓRGANOS AISLADOS, TEJIDOS Y CÉLULAS ANIMALES
Experimentos con cultivos de tejidos de origen animal mediante su exposición a sustancias o elementos terapéuticos o tóxicos.
– Estudios del efecto de diferentes sustancias en cultivos con tejidos y órganos diana. Aplicaciones
– Estudios del efecto de diferentes sustancias en cultivos de células (primarias o líneas establecidas). Aplicaciones
Técnicas de valoración del crecimiento y la viabilidad celular.
– Rojo neutro
– Prueba MTT
– Liberación al medio de la láctico deshidrogenasa (LDH)
– Ensayos de fluorescencia
– Toxicidad relativa: (concentración efectiva en el 50 % de las células)
Recolección de células y sus productos.
– Recolección de las células de los cultivos: centrifugación continua o filtración y extracción en régimen continuo
– Sistemas cromatográficos para el aislamiento y purificación de las toxinas. Equipos relacionados
Prevención de riesgos laborales en la manipulación de órganos, tejidos y células.
– Principales riesgos biológicos
– Evaluación de riesgos: Propiedades intrínsecas del cultivo celular, como resultado de la modificación genética, como resultado de una infección con agentes patógenos. Condiciones de trabajo
– Normas de trabajo en los laboratorios de cultivos celulares
UNIDAD DIDÁCTICA 4. INSTRUMENTACIÓN Y MÉTODOS DE REGISTRO DE SEÑALES A PARTIR DE ÓRGANOS AISLADOS, TEJIDOS Y CÉLULAS ANIMALES
Procesamiento de señales:
– Esquema general: transductor, amplificador y sistema de registro
– Equipos de espectroscopia de Bioimpedancia eléctrica
– Equipos de medida de la biomasa
Transductores: de fuerza, de presión, de temperatura.
Electrodos para biopotenciales y bioquímicos.
Ruidos en la salida de datos y métodos de filtrado.
Programas informáticos de recogida de datos.

MÓDULO 5. ANÁLISIS DE LABORATORIO EN MUESTRAS BIOLÓGICAS ANIMALES

UNIDAD DIDÁCTICA 1. MANIPULACIÓN, PROCESAMIENTO, CONSERVACIÓN Y TRANSPORTE DE MUESTRAS BIOLÓGICAS ANIMALES
Materiales y equipos básicos del laboratorio de análisis clínicos.
– Generales: agitadores, homogeneizadores, centrífugas, balanzas, pipetas, dispensadores, baños termostáticos, incubadoras, autoclaves, estufa, pHmetros, entre otros
– Análisis químicos: cromatógrafos, espectrómetros, HPLC
– Análisis bioquímicos: analizadores automatizados, espectrofotómetros
– Análisis hemáticos: hemocitómetros, lupas, coagulómetros, tromboelastógrafos,
– Análisis microbiológicos: cabinas de cultivos, incubadoras, estufas
– Organización general de un laboratorio y de sus secciones
Reactivos de laboratorio.
– Disolventes
– Anticoagulantes
– Tampones
– Fijadores
– Alcoholes
– Tinciones
Material de protección, seguridad y contenedores para eliminación de residuos.
– Equipos de protección individual y colectivos (EPIs, cabinas, SAS, presión diferencial)
– Protocolos de actuación. Normativa específica relativa a la gestión de residuos biosanitarios.
– Tipos de contenedores.
– Eliminación selectiva de residuos.
Operaciones básicas de laboratorio.
– Preparación de disoluciones y diluciones.
– Resolución de problemas.
– Centrifugación de muestras.
Tipos de muestras: sangre, orina, LCR, semen, exudados u otros.
– Métodos de obtención.
– Métodos de conservación.
– Métodos de procesado.
Parámetros comunes analizables en las muestras biológicas.
– Óptico (macros y microscópico)
– Químicos
– Bioquímico y hematológico
Procesamiento de muestras en función de las mismas.
– Según el origen y objetivo
– Fraccionamiento
– Conservación
Análisis cuantitativo y cualitativo.
– Analizadores
– Técnicas cuantitativas
– Técnicas cualitativas
Determinación analítica. Batería de pruebas.
– Disolventes
– Anticoagulantes
– Tampones
– Fijadores, alcoholes
– Tinciones
Errores de manipulación.
– Físicos
– Químicos
– Humanos
– Biológicos
UNIDAD DIDÁCTICA 2. ESTUDIO DE MUESTRAS ANIMALES DE SANGRE, ORINA, HECES Y OTROS FLUIDOS CORPORALES
Estudio de la sangre.
– Características generales de la sangre.
– Elementos formes, plasma y suero. Morfología de los elementos celulares de la sangre. Órganos y tejidos hematopoyéticos.
– Factores que condicionan la muestra
– Hematopoyesis. Características del plasma. Proteínas plasmáticas.
– Hemostasia y coagulación.
– Recomendaciones preanalíticas en el manejo de sangre
– Obtención de muestras de sangre para estudio: citológico, de coagulación, parasitológico, bioquímico, inmunológico y microbiológico
– Parámetros analizables a partir de una muestra sanguínea
– Principios de fisiopatología de la sangre
Estudio de la orina.
– Características generales de la orina.
– Obtención de una muestra de orina para: estudio rutinario, cuantificación de sustancias o elementos formes y microbiológico
– Fisiopatología de la orina. Análisis de rutina de la orina.
– Estudio del sedimento urinario. Otras determinaciones analíticas en orina.
– Errores que pueden alterar los resultados. Interpretación de resultados.
Estudio de las heces.
– Características generales de las heces.
– Obtención de una muestra de heces para: detección de sangre oculta, sustancias o elementos formes, análisis microbiológico y parasicológico
– Análisis de muestras fecales. Fisiopatología de las heces.
– Determinaciones de laboratorio en el estudio de las muestras fecales.
– Errores que pueden alterar los resultados. Interpretación de resultados.
Estudio de otros fluidos corporales:
– Métodos de obtención y manejo de muestras de: semen, saliva, mucosas, exudados y otros líquidos orgánicos (líquido cefalorraquídeo, peritoneal, pleural, articular, etc.).
UNIDAD DIDÁCTICA 3. PROCESAMIENTO DE MUESTRAS ANIMALES PARA SU ESTUDIO ANATOMO-PATOLÓGICO
Tipos de muestras para el estudio anatomo-patológico.
– Frescas, conservadas,…
– Procesado, tinción, conservación
Métodos y técnicas para la obtención de las muestras.
– Punción Aspiración con Aguja Fina (PAAF).
– Biopsia
– Asepsia
Procesamiento de muestras para estudio histológico. Instrumentos y materiales utilizados.
– Automatizado o manual (corte, deshidratación, inclusión, fijación)
– Equipos (micrótomos, baños, microscopios…)
Procesamiento de muestras para estudio citológico. Instrumentos y materiales utilizados.
– Deshidratación (química, térmica,…)
– Fijación (química, térmica, …)
– Tinción
UNIDAD DIDÁCTICA 4. PREVENCIÓN DE RIESGOS LABORALES EN EL LABORATORIO DE ANÁLISIS DE MUESTRAS ANIMALES
Factores de riesgo en el manejo de muestras biológicas.
– Biológicos
– Físicos
– Químicos
Legislación sobre prevención de riesgos laborales y sobre gestión de residuos.
– Legislación y normativa actualizada sobre clasificación, envasado y etiquetado de preparados peligrosos
– Legislación y normativa actualizada sobre la declaración de sustancias nuevas y clasificación, envasado y etiquetado de sustancias peligrosas
– Legislación y normativa actualizada sobre el Reglamento de almacenamiento de productos químicos y sus instrucciones técnicas complementarias
Medios de protección personal en el laboratorio y medidas de higiene.
– Medidas generales relativas al local
– Precauciones durante el desarrollo del trabajo
– Reglas de higiene personal
– Revisiones médicas del personal

MÓDULO 6. ANÁLISIS DE BIOLOGÍA MOLECULAR EN MUESTRAS BIOLÓGICAS

UNIDAD FORMATIVA 1. TÉCNICAS DE SEPARACIÓN DE ADN, ARN Y PROTEÍNAS DE MUESTRAS BIOLÓGICAS

UNIDAD DIDÁCTICA 1. OBTENCIÓN, MANIPULACIÓN Y PROCESAMIENTO DE MUESTRAS BIOLÓGICAS PARA ANÁLISIS DE ADN, ARN Y PROTEÍNAS
Tipos de muestras para análisis de ADN, ARN y proteínas.
– Extracción de ADN (a partir de sangre, tejidos o células en cultivo, células bucales,…)
– Extracción de ARN (mediante tiocianato de guanidina, urea-cloruro de lítio, purificación de poli(A)-ARN,
Determinación analítica. Perfil analítico. Cartera de servicios.
– Determinación de ácidos nucleicos
– Separación analítica y preparativa del ADN (electroforesis analítica, geles de agarosa, …)
Errores más comunes en la manipulación de las muestras.
– Identificación y etiquetado de las muestras
– Contaminación (por RNAsas, DNA,…)
– Degradación enzimática
Características generales de la obtención y procesamiento de muestras para análisis de ADN, ARN y proteínas.
– Obtención de ADN y ARN a partir de tejidos líquidos (anticoagular)
– Inhibidores RNAsas
Prevención de riesgos en la obtención, manipulación y procesamiento de muestras biológicas.
– Recepción o toma de muestras. Medidas preventivas
– Precauciones generales relativas al laboratorio
– Precauciones durante el desarrollo del trabajo
– Reglas de higiene personal
UNIDAD DIDÁCTICA 2. CONSERVACIÓN Y TRANSPORTE DE MUESTRAS BIOLÓGICAS PARA ANÁLISIS DE ADN, ARN Y PROTEÍNAS
Etiquetado e identificación de las muestras.
Sistemas y formatos de archivos. Sistemas de almacenamiento.
Equipos de almacenamiento (-20ºC, – 80º C)
Transporte de muestras (ADN: descongeladas, tubos estabilizadores ARN, tiempo de transporte recomendado 72 horas. ARN, congelado mediante agentes crioprotectores y con inhibidores de ARNAsas).
Prevención de riesgos en la conservación y transporte de muestras biológicas.
– Precauciones durante el desarrollo del trabajo
– Reglas de higiene personal
– Almacenamiento de muestras biológicas. Zonas de acceso restringido. Contenedores específicos. Manejo con EPIs
– Transporte de material biológico. Sistema básico de embalaje. Identificación
UNIDAD DIDÁCTICA 3. BIOLOGÍA MOLECULAR: ADN, ARN Y PROTEÍNAS
Composición molecular, estructura y función de los ácidos nucleicos.
– Composición química y estructura de los ácidos nucleicos: Nucleótidos de importancia biológica y Factores que estabilizan la doble hélice
– Funciones de los ácidos nucleicos
Descripción de las enzimas asociadas a los ácidos nucleicos.
– Endonucleasas (Tipo 1 y 2)
– Polimerasas
– Ligasas
– Nucleasas
– Fosfatasas
– Quinasas
– ARNasas
Replicación del ADN.
– Modo semiconservativo
– Horqueta de replicación
– Enzimas que intervienen en el proceso
– Molécula accesoria: Iniciador
Transcripción del ADN y su control.
– Proceso: Cadena molde o antisentido. ARNm o transcripto primario. Enzima que dirige: polimerasa de ARN
– Modificaciones postranscripcionales.
Mecanismos de reparación del ADN.
– Agentes genotóxicos y mecanismos de reparación del DNA
– Reparación de dímeros de pirimidinas mediante fotoreactivación
– Remoción de grupos metilo
– Bases mal apareadas
– Metilación del DNA
– Reparación del DNA durante o después de su replicación
– Reparación de cortes en ambas cadenas del DNA
– Sistemas De reparación de DNA: NER (Nucleotide Excision Repair)
– Mecanismos de reparación de DNA: BER (Base escisión Repair)
Mutaciones del ADN, alteraciones en las proteínas que sintetizan y enfermedades asociadas.
– Alteraciones que puede sufrir el ADN: Mismatch (mal apareamiento), Desaminación, Pérdida de bases, Unión covalente entre bases de la misma cadena, Unión de grupos alquilo, Ruptura de simple cadena (nick) y Ruptura de doble cadena
– Alteraciones en las proteínas que se sintetizan y enfermedades asociadas. Desnaturalización
Estructura y función de las proteínas.
– Aminoácidos y neurotransmisores
– Enlaces peptídicos, oligopeptidos y polipeptidos
– Estructura primaria, secundaria , terciaría y cuaternaria
– Funciones de las proteínas: estructural, reguladora, de transporte, de reserva, enzimática, mensajera y de receptores químicos
Transcripción y traducción.
– Moléculas implicadas en la transcripción y traducción de las proteínas
– Fases de la transcripción de las proteínas
– Fases de la traducción de las proteínas
– Regulación de la transcripción y traducción
Síntesis y modificación de las proteínas.
– Moléculas implicadas en la síntesis y traducción de las proteínas
– Fases de la síntesis de las proteínas
– Fases de la modificación de las proteínas
– Regulación de la síntesis y modificación de las proteínas
Alteraciones conformacionales de las proteínas.
– Serpinopatías
– Proteínas priónicas
– Neuroserpinas
– Hemoglobina
– Repeticiones de glutamato
– Proteína Tau
– Inmunoglobulinas cadenas ligeras
– Proteína CFRT Péptido B-amiloide
– Superóxido dismutasa
– B2 microglobulina
UNIDAD DIDÁCTICA 4. METODOLOGÍA APLICADA A LA SEPARACIÓN E IDENTIFICACIÓN DE PROTEÍNAS
Electroforesis.
– Tipos de electroforesis: unidimensionales, bidimensionales y técnicas relacionadas.
– Separación electroforética de las proteínas séricas. Patrones de normalidad y de alteración
– Características del material y de los reactivos. Averías o disfunciones
Técnicas cromatográficas.
– Características de los equipos. Condiciones de uso y mantenimiento
– Calibración. Averías o disfunciones
– Características del material y de los reactivos
Técnicas de inmunodetección.
– Inmunocitoquímica
– Western blot
– Inmunoprecipitación
– Co-inmunoprecipitación
– Pull-down
– TUNEL
Espectrometría de masas.
– Fundamento y aplicaciones.
– Características de los equipos.
– Condiciones de uso y mantenimiento. Calibración. Averías o disfunciones.
– Características del material y de los reactivos.
Tecnología de microarrays y chips de proteínas.
– Microarrays de ADN: Diseño de un microarrays de ADN. Tipos
– Microarrays de Proteínas: Diseño de un microarrays de proteínas. Tipos
– Microarrays de Carbohidratos: Diseño de microarrays de carbohidratos. Aplicaciones
– Microarrays de Células
– Microarrays de Tejidos
– Perspectivas de mercado de los microarrays y biochips en el área de salud humana
Bioinformática. Bases de datos de proteómica.
– Genómica funcional
– Relación entre la biología y la informática
– Biochips
– Bioinformática
– Bibliografía

UNIDAD FORMATIVA 2. ANÁLISIS DE ÁCIDOS NUCLEICOS

UNIDAD DIDÁCTICA 1. METODOLOGÍA APLICADA AL ANÁLISIS DE ÁCIDOS NUCLEICOS
Extracción. Purificación y análisis espectroscópico y electroforético de ácidos nucleicos.
– Material y métodos
Amplificación de ADN mediante PCR y variantes.
– El ADN
– Los enzimas
– Los nucleótidos
– Los cebadores
– Limitaciones y problemas de la PCR (tamaño secuencias limitado, PCR previa, contaminación, inespecifidad de cebadores,…)
Electroforesis y técnicas relacionadas.
– Factores que afectan a la movilidad del ADN en el gel (masa molecular, voltaje, composición de las bases, temperatura, solución amortiguadora,…)
– Tipos de electroforesis: PFGE (Pulsed Field Gel Electroforesis), OFAGE (Orthogonal Field Alternative Gel), FIGF (Field Inversion Gel Electroforesis), CHEF (Contour Clamped Homogeneus Electric Field), Electroforesis preparative.
– Aplicaciones: Análisis comparativos de patrones de restricción cromosómicos, construcción de mapas cromosómicos, topología y tamaño de cromosomas, análisis de elementos extracromosómicos
Hibridación de ácidos nucleicos.
– Factores que influyen en la hibridación.
– Composición de las bases.
– Concentración de ADN/ARN y tiempos Cot y Rot
– Concentración y tamaño de la sonda
– Concentración ADN diana
– Desnaturalización del ADN diana y fijación a un soporte.
– Marcaje de una sonda monocadena
– Hibridación: mezcla y renaturalización
– Detección de los híbridos
– Medio de reacción
– Polímeros inertes
– Tiempos de hibridación y mecanismos de detección.
– Tipos de hibridación (soporte sólido, en fase líquida, in situ, in situ sobre cromosomas, in situ de bacterias para clonaje).
Análisis de fragmentos de ADN.
– Método Southerm
– Métodos de transferencia (por capilaridad, por vacío, electroforético)
– Aplicaciones del Método Southerm
– Mapas de restricción
– Detección de polimorfismos (RFLP, VNTR, STR) y deleciones.
Secuenciación.
– Secuenciación química, método de Maxam y Gilbert
– Secuenciación enzimática, método de Sanger o de los dideoxinucleótidos.
– Tipos de secuenciaciones enzimáticas (Cíclica, múltiple, automática, quimioluminiscente)
Tecnología de microarrays y chips de ácidos nucléicos.
– Utilidad: analizar el genoma completo de un organismo
– Fundamento: hibridación con sondas
– Soporte: placas microtitulación o membranas de blotting
– Fabricación: pueden ser creados en el laboratorio o usando robótica : Macroarray: señales > 300 micras y Microarray: pocillos < 200 micras
Aplicaciones: identificación de secuencias (genes, Mutaciones), determinación del nivel de expresión génica, descubrimiento de genes, diagnóstico de enfermedades, Farmacogenómica: desarrollo de Fármacos y Toxicogenómica: investigación Toxicológica
Bioinformática. Bases de datos de genómica.
– Introducción a la Bioinformática
– Consulta de Bases de datos en biología molecular
– Alineamiento de secuencias
– Predicción de genes
– Introducción a los microarrays de DNA
UNIDAD DIDÁCTICA 2. PRINCIPIOS GENERALES DE ENFERMEDADES DE BASE GENÉTICA
Genoma: células, cromosomas y genes.
– Definición de genoma, gen y cromosoma
– Organización, estabilización y localización del genoma
Estructura y función de los genes y cromosomas.
– Estructura del ADN
– Estructura del ARN
– El código genético
– Secuencias codificantes versus no codificantes
Bases cromosómicas de la enfermedad.
– Citogenética. El cariotipo normal en los roedores de laboratorio
– Anomalías del número de cromosomas (Heteroploidías)
– Anomalías de la estructura de los cromosomas
Herencia y enfermedad: enfermedades monogénicas, patrones de herencia, enfermedades poligénicas. Susceptibilidad genética.
– Genético
– Congénito
– Hereditario
Genética de las enfermedades comunes.
– Modelos provenientes de mutaciones espontáneas o inducidas
– Modelos generados por transgénesis
– Modelos generados in Vitro por manipulación de células ES
– Modelos generados por transgénesis condicional
Genética de la reproducción y del diagnóstico prenatal.
– Modelos animales del desarrollo embrionario
– Diagnóstico prenatal rápido de aberraciones cromosómicas por PCR
– Diagnóstico citogenético
– Diagnóstico prenatal de enfermedades hereditarias
Diagnóstico en medicina legal y forense.
– VNTR
– STR
Modelos animales de enfermedad de base genética.
– Modelos murinos de enfermedades hereditarias simples (mendelianas): Desórdenes de la visión, de la audición, neurológicos y neuromusculares. Enfermedades de los huesos y cartílagos, de la piel y el pelo, hematológicas, inmunodeficiencias y metabólicas
– Modelos murinos de enfermedades hereditarias complejas (multigénicas): Cáncer, obesidad, diabetes, etc.

MÓDULO 7. PREVENCIÓN DE RIESGOS LABORALES ASOCIADOS L MANEJO DE ANIMALES Y PRODUCTOS TÓXICOS Y PELIGROSOS

UNIDAD DIDÁCTICA 1. PREVENCIÓN DE RIESGOS ASOCIADOS A LA MANIPULACIÓN DE ANIMALES.
Identificación de riesgos asociados a manipulación de animales.
Aplicación de la ergonomía asociada al manejo de animales.
Utilización de sistemas de barrera para prevenir la huida de animales de la instalación.
Aplicación de técnicas de captura de animales huidos.
Utilización de instrumentos y mecanismos de captura de animales a distancia: características y funcionamiento.
Identificación de riesgos asociados a transmisión de enfermedades de animales, zoonosis: definición, clasificación, etiopatogenia y factores de riesgo.
Utilización de medidas preventivas y profilácticas de zoonosis.
Prevención de alergias en los trabajadores de una instalación de animales: definición. Factores de riesgo y predisponentes de las alergias.
Utilización de las medidas preventivas.
Aplicación de procedimientos normalizados de trabajo asociados a riesgos biológicos.
UNIDAD DIDÁCTICA 2. PREVENCIÓN DE RIESGOS ASOCIADOS AL USO DE PRODUCTOS, INSTRUMENTOS Y EQUIPOS.
Identificación de riesgos asociados a productos, instrumentos y equipos utilizados.
Aplicación de la ergonomía asociada al manejo de productos, instrumentos y equipos.
Reconocimiento e identificación de los productos peligrosos utilizados en instalaciones de animales.
Almacenaje de productos peligrosos. Sistemas de recogida y tratamiento de residuos peligrosos.
Actuaciones a seguir en vertidos, derrames y escapes de productos tóxicos y peligrosos.
Reconocimiento del etiquetado de productos tóxicos y peligrosos.
Utilización de quipos de lucha contra incendios.
Utilización de equipos de protección individual: caracterización y tipos.
Seguimiento de los manuales de uso de productos, instrumentos y equipos.
Conocimiento de las rutas de evacuación en caso de emergencia.
Reconocimiento de pictogramas de seguridad.
Reconocimiento de la señalización de situaciones de alarma.
Manejo de documentos de seguridad para situaciones de emergencia: medios y mecanismos de actuación.
UNIDAD DIDÁCTICA 3. PRIMEROS AUXILIOS EN SITUACIONES DE EMERGENCIA.
Aplicación de los fundamentos de primeros auxilios.
Actuación frente a tipos de heridas y riesgos asociados a las mismas.
Actuaciones frente a reacciones alérgicas.
Actuaciones frente a ataques de animales.

PRODUCTOS RELACIONADOS

Titulación

Realización de Procedimientos Experimentales con Animales para Investigación y Otros Fines Científicos AGAN0212

👨‍🎓 Titulación expedida por Aula 10 Centro de Formación Profesional.
👨‍🎓 Titulación Acreditada por la Comisión Internacional de Educación a Distancia. Estatuto consultivo, categoría especial, del Consejo Económico y Social de NACIONES UNIDAS.
👨‍🎓 Dobles titulaciones con diploma de competencias digitales.
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⭐ Obtención de Insignias Digitales Virtuales Homologadas para Badgr aptas para currículum digital compatible con Redes Sociales.

Titulación Oficial del SEPE

Este curso está dirigido a la obtención del Certificado de Profesionalidad, con nuestra formación obtendrás el título que te permitirá optar a las diferentes pruebas que convocan los servicios públicos de empleo para la obtención del título homologado del SEPE (INEM). Está formación se basa en Real Decreto 1224/2009 para la obtención y formación en competencias profesionales. Estas competencias se rigen según el Sistema Nacional de Cualificaciones (RD 5/2002), siendo nuestra formación elaborada según el Catálogo Nacional de Cualificaciones Profesionales de INCUAL.

En la siguiente página del SEPE (Servicio Público de Empleo Estatal – Antiguo INEM), puedes encontrar publicadas las fechas de las convocatorias de las pruebas en las diferentes Comunidades Autónomas https://www.todofp.es/acreditacion-de-competencias/convocatorias/

título certificado de profesionalidad homologado sepe aula 10

Formas de pago

✔️Pago Seguro con Tarjeta
Puede pagar la matrícula de su curso a través de nuestra página web con tarjeta de crédito o débito.

✔️PayPal
Si lo desea también puede pagar su matrícula utilizando una cuenta de PayPal.

✔️ Pago a Plazos en cómodas cuotas sin intereses.
Puede Fraccionar el pago en cómodas mensualidades al 0% de interés.

✔️ Aula 10 está adherida a Confianza Online, garantía de comercio seguro. Confianza Online es un sistema de autorregulación público-privado de ámbito nacional bajo una forma jurídica de asociación sin ánimo de lucro. Los promotores privados de este sistema son la Asociación para la Autorregulación de la Comunicación Comercial y la Asociación Española de la Economía Digital, mientras que el promotor por parte del sector público es Red.es; estos tres conforman los socios preferentes de Confianza Online.

✔️ Los métodos de Pago de Aula 10 cumplen con la normativa Europea PSD2. La PSD2 es la Payment Services Directive 2. Es una directiva de ámbito europeo que busca mejorar la seguridad y aumentar la protección contra el fraude en los pagos con tarjeta realizados a través de Internet dentro del Espacio Económico Europeo. Entre sus principales novedades, exige la inclusión de un sistema de autenticación de dos factores o autenticación fuerte. Esta autenticación se conoce como SCA (Strong Customer Authentication).

Realización de Procedimientos Experimentales con Animales para Investigación y Otros Fines Científicos AGAN0212

Metodología

Formación Online

  • FÁCIL DE UTILIZAR: No se necesitan conocimientos específicos de informática para realizar los cursos. Nuestro sistema guía “Paso a paso” en todo el proceso de formación.
  • FORMACIÓN PRÁCTICA: Al propio ritmo de aprendizaje, sin condicionantes de grupo y atendido personalmente por un profesorado especializado.
  • DESDE CUALQUIER DISPOSITIVO: En el trabajo, en el domicilio, sin desplazamientos, sin gastos adicionales,… con las claves de acceso que facilitamos se podrá entrar en los cursos desde cualquier PC, Tablet o SmartPhone.
  • DISPONIBLE 24 HORAS: Una formación adaptada a cualquier horario y que permite conectarse en cualquier momento del día.
  • TUTOR PERSONAL: Las dudas, consultas ¡SE RESUELVEN CON TU PROPIO TUTOR! mediante correo electrónico y otras herramientas de comunicación.

A través de la formación práctica aprenderás a realizar una tarea haciéndola realmente. La formación práctica existe desde hace siglos, pero recientemente se han producido muchos avances en el campo de la formación online que permiten a las personas realizar tareas desde la comodidad de su propia casa. Con la ayuda de tutores en línea puedes estudiar diferentes tipos de áreas profesionales, esto te permitirá comprender qué tipo de habilidades se necesitan para cada profesión. Dependiendo del curso que realices encontrarás diferentes actividades, exámenes o teste que te ayudarán a poner en práctica todo lo aprendido a lo largo de tu formación. A través de actividades, exámenes o test podrás poner en práctica lo aprendido así como te ayudará a entender qué habilidades son necesarias para cada profesión.

Evaluación

Evaluación Continua:

Exámenes tipo Test

La evaluación continua es el sistema de evaluación de este curso. El alumno superará las diferentes etapas de su formación con la ayuda de sus tutores. Al final de cada módulo, realizarán un examen tipo test para demostrar cuánto han aprendido y luego recibirán información sobre lo que han hecho bien y las áreas que necesitan más trabajo.

Además encontrará diferentes ejercicios prácticos que ayudarán al alumno a conocer el nivel que esta alcanzando a lo largo de todo el curso online.

Competencias Digitales

¿Qué son las competencias digitales?

Las competencias digitales son las capacidades de las personas para manejarse con las diferentes herramientas tecnológicas a su alcance.

Las competencias digitales suelen definirse como un conjunto de tres componentes clave

Conocimiento – Comprender cómo funcionan las tecnologías y lo que pueden hacer

Aptitud – La capacidad de utilizar estas tecnologías de forma eficaz y eficiente

Actitud – La disposición positiva o negativa hacia el uso de la tecnología en la vida diaria

El desarrollo de las competencias digitales es una habilidad importante para cualquier trabajo y el desarrollo personal en la actualidad. De ahí la importancia de realizar este módulo introductorio al curso y de comprender las competencias digitales.

Curso de Competencias Digitales

Esta formación incluye GRATIS el Curso de Competencias Digitales para Estudiantes valorado en 29€

Características del Curso:

  • Duración: 6 horas
  • Ejercicios Prácticos
  • Material Descargable
  • Vídeos demostrativos
  • Diploma Acreditativo

Temario:

  • Bienvenida a tu Curso Online
  • Trabajando en la Nube
  • Redes Sociales
  • Estudiar online en un Campus Virtual
  • Insignias Digitales

Insignias Digitales

Con este Curso adquieres dos Insignias Digitales. Las Insignias Digitales te permiten tener actualizado tu Currículum Digital, y diferenciarte del resto de candidatos. Por medio de estas Insignias podrás demostrar tus conocimientos y donde has realizado tu formación de manera oficial. Aula 10 pone a tu disposición cuatro tipos de Insignias Digitales dependiendo del curso que realices recibirás las tuyas.Insignias Digitales

Ventajas

La mejor formación al mejor precio.

Para quien busque una forma flexible de estudiar y no quiera comprometerse a tiempo completo, estudiar en línea puede ser la respuesta. Estudiar en casa es una opción para quienes quieren compaginar sus estudios con la vida familiar, laboral u otros compromisos

Estudiar en línea tiene muchas ventajas:

  1. En Aula 10 puede encontrar cursos que se adapten a sus necesidades profesionales.
  2. Libertad de horario horario, tener acceso a los materiales las 24 horas del día.
  3. Conciliarás tus estudios con tu vida personal y laboral.
  4. Marcas tu ritmo de estudio.
  5. Tutor personal para ayudarte con el seguimiento del curso.
  6. Ahorrarás dinero.
  7. Los cursos de Aula 10 están acreditados por organizaciones reconocidas y recibir una formación de calidad garantizada por universidades, instituciones privadas y administraciones públicas, dependiendo del curso.
  8. Formación de Calidad con la implantación de diferentes sistemas ISO, así como la auditoría externa de los comentarios de nuestros alumnos.
  9. Titulaciones acordes con las necesidades del mercado laboral.

Homologados Aula 10

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